蛋白分离技术问题
作者：网管
来源：本站原创
日期：2015/7/11 9:26:24
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属于：公司新闻
. TCA/丙酮法：
（1）取4g果肉，用液氮在研钵中将其研磨成粉。
（2）加入12.5%冰冷的TCA/丙酮（含0.07%β-巯基乙醇），匀浆液在-20 ºC下放置3h，纱布过滤。
（3）滤液在20000g离心30min，收集沉淀。 （4）用冷丙酮洗3次，沉淀在4ºC下干燥，备用。 2. 匀浆法：
（1）称取4g果肉，用液氮在研钵中研磨成粉。
（2）加入4ml的匀浆缓冲液(匀浆液中含有20 mM Tris-HCl (pH 7.5), 250 mM sucrose, 10 mM EGTA, 1 mM PMSF, 1 mM DTT, 以及1% Triton X-100)，继续研磨。
（3）匀浆液20000g离心30min。
（4）将上清转移到新的离心管中，加入终浓度为10%TCA溶液，4ºC下放置2 h。 （5）20000g离心40min，收集沉淀。 （6）用冷丙酮洗3次，沉淀在4ºC下干燥，备用。
3. 酚提取法：
（1）称取4g果肉，用液氮在研钵中研磨成粉。 （2）加入4ml的匀浆缓冲液(匀浆液中含有20 mM Tris-HCl (pH 7.5), 250 mM sucrose, 10 mM EGTA, 1 mM PMSF, 1 mM
DTT, 以及1% Triton X-100)，继续研磨。
（3）匀浆液20000g离心30min。
（4）在上清液中加入等体积的pH7.8 Tris-饱和酚，充分摇荡，混匀，10000g，4ºC下离心30min，上层为水相，中间白色物质为杂质，下层为酚相。（注：当提高匀浆缓冲液中sucrose的浓度到1M时，酚相会出现在上层。） （5）回收酚相，加入5倍体积含0.1M 乙酸铵的预冷甲醇，充分混匀，-20ºC下过夜，沉淀蛋白。 （6）沉淀用含0.1M
乙酸铵的预冷甲醇洗2次。预冷丙酮洗2次。 （7）沉淀在4ºC下干燥，备用。
双向电泳实验过程及相关溶液配置
A． 实验过程
一、 实验原理：2-DE的第一向电泳等电聚焦是基于等电点不同而将蛋白粗步分离，第二向SDS-PAGE是基于蛋白质分子量不同，而将一向分离后的蛋白进一步分离。这样就可以得到蛋白质等电点和分子量的信息。 二、 实验步骤：
1. 样品的溶解
取纯化后的晶体蛋白3.0mg，加入300ul裂解液(1mg蛋白:100ul裂解液)振荡器上振荡10min左右，共处理一个小时。其中每隔10～15分钟振荡一次，然后13200rpm离心15min除杂质，取上清分装，每管70ul，—80oC保存。
2. Bradford法测蛋白含量
取0.001g BSA（牛血清白蛋白）用1ml超纯水溶解,测定BSA标准曲线及样品蛋白含量。 取7个10ml的离心管，首先在5个离心管中按次序加入0ul, 5ul, 10ul, 15ul, 20ul 的BSA
溶解液，另2管中分别加入2 ul的待测样品溶液，再在每管中加入相应体积的双蒸水（总体积为80ul），然后，各管中分别加入4ml的Bradford液（原来配好的Bradford液使用前需再取需要的剂量过滤一遍方能使用），摇匀，2min在595nm下，按由低到高的浓度顺序测定各浓度BSA的OD值，再测样品OD值。(测量过程要在一个小时内完成)。例如：
编号 蛋白量（ul） Buffer(ul) Bradford(ml) OD595值 1 0 80 4 0 2 5 75 4 0.024 3 10 70 4 0.061 4 15 65 4 0.091 5 20 60 4 0.116 Bt4 2 78 4 0.079 Bt4 4 76 4
转Bt4 2 78 4 0.075 转Bt4 4 76 4
标准曲线方程式：Y= aX+b.其中Y为 OD值，X为蛋白含量。 a、b通过作图输入数据可知
相关系数通过输入数据，作图，软件分析可得
OD值测量过程：
比色皿用70%的乙醇保存，待用时用双蒸水冲洗，再用无水乙醇冲洗，双蒸水冲洗，再加入待测样品溶液润洗，然后，加入样品，测定OD值。 3. 双向电泳第一向---IEF（双向电泳中一律使用超纯水） 3.1 水化液的制备 称取2.0mg 的DTT，用700ul水化液储液溶解后,加入8ul 0.05% 的溴酚兰，3.5ul（0.5%v/v）IPG buffer (pH 3-10)振荡混匀，13200rpm离心15min 除杂质，取上清。
在含300ug 蛋白（经验值）的样品溶解液中加入水化液，至终体积为340ul， 振荡器上振荡混合,13200rpm离心15min除杂质，取上清。 3.2 点样，上胶
分两次吸取样品，每次170ul, 按从正极到负极的顺序加入点样槽两侧，再用镊子拨开Immobiline DryStrip gels (18cm，pH 3—10)胶条，从正极到负极将胶条压入槽中,胶面接触加入的样品。注意：胶条使用前，要在室温中平衡30分钟；加样时，正极要多加样，以防气泡的产生；压胶时不能产生气泡；酸性端对应正极，碱性端对应负极；样品加好后，加同样多的覆盖油(Bio-Rad)，两个上样槽必须与底线齐平。 3.3 IPG聚焦系统跑胶程序的设定（跑胶温度为20oC） S1 (30v, 12hr, 360vhs, step) S2 (500v, 1hr, 500vhs, step)
S3 (1000v, 1hr, 1000vhs, step) S4 (8000v, 0.5hr, 2250vhs, Grad)
S5 (8000v, 5hr, 40000vhs, step) 共计44110vhs, 19.5小时
其中S1用于泡胀水化胶条，S2和S3用于去小离子，S4和S5用于聚焦
3.4 平衡
用镊子夹出胶条,超纯水冲洗后，在滤纸上吸干（胶面，即接触样品那一面不能接触滤纸，如果为18cm的胶条要将两头剪去），再以超纯水冲洗，滤纸吸干（再次冲洗过程也可省略）
然后用镊子夹住胶条以正极端（即酸性端）向下，负极端（即碱性端）向上，放入用来平衡的试管中（镊子所夹的是碱性端，酸性端留有溴酚兰作为标记），用平衡液A，平衡液B先后平衡15min。 注:平衡时要注意保持胶面始终向上,不能接触平衡管壁。
平衡第二次时，在沸水中煮Marker 3min,剪两个同样大小的小纸片，长度与一向胶条的宽度等同，然后吸取煮好的Marker，转入SDS—PAGE胶面上，保持紧密贴合；同样在第二次平衡时，煮5%的琼脂糖10ml。
4. 双向电泳第二向---SDS-PAGE 4.1 配胶(两根胶条所用剂量)
分离胶：（T=8% 80 ml）：溶液于真空机中抽气后再加APS和TEMED 30 % 丙烯酰胺储液 21.28ml
分离胶buffer 20ml 10%APS 220ul TEMED 44 ul 双蒸水 38.72ml 浓缩胶：（T=4.8% 10ml）
30 % 丙烯酰胺储液 1.6ml
浓缩胶buffer 2.5ml 10%APS 30ul TEMED 5ul
双蒸水 5.9ml 4.2 灌胶
将玻璃板洗净后,室温晾干,然后,将电泳槽平衡好,玻璃板夹好,再在玻璃板底部涂上凡士林以防漏胶,倒入正丁醇压胶,凝胶后(这时会出现三条线),用注射器吸去正丁醇,超纯水洗两次,再用滤纸除水后,倒入浓缩胶,正丁醇压胶,凝胶后,用注射器吸去正丁醇,超纯水洗两次,再加入超纯水,用保险膜封好。 4.3 转移
剪两个小的滤纸片，吸取Marker后，放入SDS—PAGE胶面的一端。然后，将平衡好的IPG胶条贴靠在玻璃板上,加少量的5%的琼脂糖溶液在胶面上(琼脂糖凝胶在转移前十几分钟的时候配好,水浴加热溶解,并保持烧杯中水处于沸腾状态,至用之前再拿出来),再将IPG胶条缓缓加入SDS—PAGE胶面,其中不断补加5%的琼脂糖溶液,注意不能产生气泡。 4.4 跑胶
浓缩胶 13mA 分离胶 20mA 共约5.5个小时 5. 银染(两根胶条所用剂量)（银染特别注意用超纯水）
5.1 固定 30min 无水乙醇 200ml+乙酸50ml，用超纯水定容至500ml 5.2 敏化 30min 无水乙醇 150ml Na2S2O3•5H2O 1.5688g 无水乙酸钠 34g
先用水溶解Na2S2O3•5H2O和乙酸钠,再加乙醇,最后定容至500ml 5.3 洗涤 5min × 3次 5.4 银染 20min AgNO3 1.25g 用超纯水定容至500ml 5.5 洗涤 1min × 2次
5.6 显影 无水Na2CO3 12.5g 用超纯水定容至500ml 甲醛(37%)0.1ml, 临时加
5.7 终止 10min EDTA—Na2•2H2O 7.3g 用超纯水定容至500ml 5.8 洗涤 5min × 3次
注：整个双向电泳实验中全部使用超纯水，尽量减少离子的影响。 B． 实验相关试剂配制
1． Bradford 工作液
95%乙醇 25ml 先用乙醇溶解考马斯亮兰G250，溶解完后再加磷 85%磷酸 52ml 酸，最后超纯水定容至500ml。过滤后置于棕色瓶 考马斯亮兰G250 0.035g 外加油皮纸保存（Bradford不稳定，一周内有效） 2． 裂解液 尿素 8M 硫脲 2M
CHAPS 4% DTT 60 mM
Tris—base 40 mM（如果有条件可以添加PMSF 0.5mM和5%的Pharmalate） 3. 水化液储液 尿素 8M 硫脲 2M CHAPS 4%
Tris—base 40 mM
4. 分离胶buffer (pH8.8) 250ml SDS 0.4% 1g
Tris—HCl 1.5M 45.4275g
5. 浓缩胶buffer (pH6.8) 100ml SDS 0.4% 0.4g
Tris—HCl 0.5M 6.07g
6. 凝胶储存液（30%的丙烯酰胺） 250ml Acr 29.2% 73g Bis 0.8% 2g
7. 电极缓冲液（跑一次要配制2500ml） 甘氨酸 43.2g 36g Tris 9g 或 7.5g
SDS 3g 2.5g
超纯水定容至3000ml 超纯水定容至2500ml 8． 0.5M Tris —HCl pH 6.8储液
6.1g Tris先用30ml超纯水溶解，再用46ml，3M HCl调pH6.8,再加水定容至100ml 9． 平衡液储液
脲（即尿素） 36g
甘油 30% 30ml
SDS 1% 1g
0.5M Tris—HCl pH6.8 10ml 超纯水定容至100ml 10. 平衡液A（一根胶条） DTT 20mg 平衡液储液 10ml 11．平衡液B（一根胶条） 碘乙酰氨 300mg
平衡液储液 10ml
0.05%溴酚兰 15ul (平衡液A、B均需临时配制) 12．0.5%琼脂糖10ml
琼脂糖 0.05g
电极缓冲液 10ml 溴酚兰 25ul
补：4、5、6的溶液需过滤后储存于4OC备用。 C． 药品
CHAPS 兼性离子去垢剂 去垢剂可破坏蛋白质分子之间的疏水相互作用， SDS 离子型去垢剂 提高蛋白质的溶解性，防止在等电聚焦时析出
尿素 离液剂 可改变或破坏氢键等次级键的结构，使蛋白质 硫脲 离液剂 变性并使蛋白失活。尿素和硫脲联合使用，可 以大大增加蛋白质的溶解性
DTT 还原剂 断裂蛋白质分子中Cys残基之间形成的二硫键，增加蛋白质的溶解性。但过分提高DTT的浓度，由于它pKa在8左右，因而会影响pH梯度。DTT在碱性pH下会去质子化，等电聚焦时会损耗，导致二硫键复原，蛋白质沉淀
BSA Bradford中制作标准曲线用
无水乙醇 和磷酸一起，提供Bradford中的环境 磷酸 提供Bradford中的酸性环境
Tris 构成缓冲液的成分，可用于抗衡pH的变化 IPG buffer
覆盖液 即矿物油，防止水分蒸发，样品干燥。
丙烯酰胺（Acr） 以丙烯酰胺为单体，甲叉二丙烯酰胺为交联剂，
甲叉二丙烯酰胺 （Bis） 在催化剂（Aps）和引发剂（TEMED）作用下，聚合交联成三维网状结构
琼脂糖
溴酚兰 指示剂作用
碘乙酰氨（IAA） 平衡液B中使用，中和A液中的DTT 正丁醇 比聚丙烯酰胺密度小，用于凝胶制作过程中的压胶 甘油 无机盐的良好溶剂，热稳定性好
Marker
考马斯亮兰G250（Bradford法用） 考马斯亮兰G250有红、蓝两种不同颜色的形式在一定浓度的乙醇及酸性条件下，可配成淡红色的溶液，当与蛋白结合后，产生蓝色化合物，反应迅速而稳定，反应化合物在465~595nm处有最大的光吸收值，化合物颜色 深浅与蛋白浓度的高低成正比关系，因此可检测595nm的光吸收值的大小计算蛋白的含量 甘氨酸 与Tris构成缓冲系统 AgNO3
EDTA 金属螯合剂，可以结合银离子，终止银染过程